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Forschungsarbeit

Mechanische Eigenschaften einzelner Muskel-Proteine

von Felix Berkemeier

Die biologische Funktion eines Proteins ist wesentlich von dessen räumlicher Struktur abhängig, die ihrerseits eindeutig durch die Abfolge der Aminosäuren im Protein vorgegeben ist. Der Prozess der Proteinfaltung, bei der die Aminosäurekette ihre räumliche Struktur einnimmt, ist noch weitgehend unverstanden; verschiedene Sequenzen sind Ursache ganz verschiedener Strukturen. Obwohl alle Proteine aus denselben Bausteinen (Aminosäuren) bestehen, weisen sie daher große Unterschiede in ihren Eigenschaften und Funktionen auf. Insbesondere (speziell im Hinblick auf nanotechnologische Anwendungen) sind die mechanischen Eigenschaften eines Proteins  von Interesse. Sie lassen sich mithilfe der Einzelmolekülkraftspektroskopie untersuchen, bei der einzelne Proteinmoleküle gezielt mechanisch belastet werden – das heißt vereinfacht gesagt, dass die Proteine auseinandergezogen werden.

Schematische Darstellung der Kraftspektroskopie mit einem Rasterkraftmikroskop[Bildunterschrift / Subline]: Abb. 1. Schematische Darstellung der Kraftspektroskopie mit einem Rasterkraftmikroskop. Mit der Spitze einer Balkenfeder wird ein auf einer Unterlage befestigtes Protein aufgenommen und daran gezogen. Die resultierenden Kräfte werden optisch über die Reflexion eines fokussierten Lichtstrahls detektiert.

Hierzu wird z.B. ein Rasterkraftmikroskop (AFM) verwendet, das über eine ca. 30 Nanometer dünne Spitze am Ende einer Balkenfeder ein einzelnes, auf einer Unterlage befestigtes Protein von dieser aufpickt und daran zieht und gleichzeitig über die Verbiegung der Feder die dabei aufgebrachte Kraft misst (Abb. 1). Verschiedene Proteine sind unterschiedlich stabil und können typischerweise Kräften von Piconewton bis Nanonewton standhalten, bevor die Wechselwirkungen, welche die Aminosäurekette in der Struktur halten, überwunden werden und das Protein ent-faltet. Aus den Entfaltungskräften können auch für solche Proteine Rückschlüsse auf die Stabilität und die Energie, die in dem gefalteten Protein gespeichert ist, gezogen werden, die in ihrer natürlichen Funktion keinen mechanischen Einflüssen ausgesetzt sind.

Konventionelles Schema der M-Bande eines Sarkomers[Bildunterschrift / Subline]: Abb. 2. Konventionelles Schema der M-Bande eines Sarkomers. Die Myosin-Filamente werden dort durch quervernetzende Proteine, insbesondere durch Myomesin, stabilisiert. (Abbildung adaptiert aus Agarkova et al., 2005, DOI: 10.1016/j.tcb.2005.07.001)

Im Rahmen meiner Promotion untersuche ich unter anderem Muskel-Proteine, die auch in vivo mechanischer Belastung standhalten können müssen. So erfüllt beispielsweise Myomesin in den sich kontrahierenden Untereinheiten der Muskel-Zellen (den Sarkomeren) die Funktion, nach einer Kontraktion die Myosin-Filamente, die als molekulare Motoren die Kontraktion verursachen, zurück in ihre geordnete räumliche Anordnung zu bringen (Abb. 2). Hierzu muss Myomesin, das die Myosin-Filamente untereinander und mit anderen Filamenten verbindet, auf eine solche Weise elastisch sein, dass es einerseits durch die bei der Kontraktion wirkenden Kräfte nicht zerstört wird und andererseits in der Lage ist, ohne ein aktiver Motor zu sein, die Filamente in ihre Anordnung zurückzuziehen.

Schematische Darstellung der Myomesin-Untereinheiten 12 und 13[Bildunterschrift / Subline]: Abb. 3. Schematische Darstellung der Myomesin-Untereinheiten 12 und 13; die helikale Verknüpfung zwischen den Untereinheiten ist schwarz dargestellt. (PDB-Code: 2R15; Abbildung erstellt mit PyMOL, http://www.pymol.org)

Kürzlich sind Teile der Struktur von Myomesin aufgeklärt worden (Pinotsis et al., 2008, DOI: 10.1038/sj.emboj.7601944), und es ist anzunehmen, dass ein bestimmtes strukturelles Muster wesentlich für die elastischen Eigenschaften von Myomesin ist: Zwei globuläre Untereinheiten des Proteins sind durch eine helikale Struktur verbunden, die wie eine Feder wirken könnte (Abb. 3). Von mir durchgeführte AFM-Messungen bestätigen diese Annahme und zeigen, dass die Helix einerseits erst bei vergleichsweise hohen Kräften entfaltet – durch den resultierenden Längenzuwachs reduziert sich die auf das Myomesin wirkende Kraft, so dass dieses vor weiterer Entfaltung geschützt wird – und dass die Helix andererseits erstaunlicherweise bereits bei ähnlich hohen Kräften, schnell wieder zurückfaltet – dadurch verkürzt sich das Myomesin wieder und kann so die Myosin-Filamente räumlich stabilisieren. Weitere Untersuchungen konzentrieren sich auf die Wechselwirkungen an der Schnittstelle zwischen Helix und angrenzender Untereinheit, die vermutlich verantwortlich für die ungewöhnliche Faltungs-Kinetik der Helix sind.

Das Beispiel des Myomesins zeigt, dass kraftspektroskopische Untersuchungen, die in Einzelmolekülmessungen mechanische in vivo-Vorgänge simulieren, physiologische Relevanz haben und detaillierte Einblicke in die Funktionsweise von Proteinen liefern können.

Felix Berkemeier
Felix Berkemeier
*1979

Stationen
  • 1999
  • Abitur am Hebel-Gymnasium Lörrach
  • 2000-2005
  • Physik- und Philosophie-Studium in München
  • 2002
  • Bakkalaureat der Hochschule für Philosophie München
  • 2002-2003
  • Studium an der Université Pierre et Marie Curie, Paris 6
  • 2005
  • Physik-Diplom der Technischen Universität München
  • Seit 2006
  • Promotion in Biophysik im Doktorandenkolleg "Materials Science of Complex Interfaces" (CompInt)

Veröffentlichungen
  • Hendrik Dietz, Felix Berkemeier, Morten Bertz, Matthias Rief:
  • "Anisotropic deformation response of single protein molecules“, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103, No. 34, 12724–12728 (2006). DOI: 10.1073/pnas.0602995103
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  • Hendrik Dietz, Morten Bertz, Michael Schlierf, Felix Berkemeier, Thomas Bornschlögl, Jan Philipp Junker, Matthias Rief:
  • „Cysteine engineering of polyproteins for single-molecule force spectroscopy“, Nature Protocols 1, 80–84 (2006). DOI: 10.1038/nprot.2006.12
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  • Felix Berkemeier, Michael Schlierf, Matthias Rief
  • „Mechanically controlled preparation of protein intermediates in single molecule experiments“, phys. stat. sol. (a) 203, No. 14, 3492–3495 (2006). DOI: 10.1002/pssa.200622384
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  • Michael Schlierf, Felix Berkemeier, Matthias Rief
  • „Direct Observation of Active Protein Folding Using Lock-in Force Spectroscopy“, Biophys J 93, No. 11, 3989–3998 (2007). DOI: 10.1529/biophysj.107.114397

Kontakt
  • Technische Universität München
  • Lehrstuhl für Biophysik E22
  • James-Franck-Straße
  • 85748 Garching